Abstract
Lagochilus inebrians Bunge (зайцегуб опьяняющий) – ценное лекарственное растение, биотехнология которого активно развивается. Культуры тканей in vitro являются перспективным источником стандартизованного сырья, что требует надежного контроля их генетической целостности и подлинности. В данном обзоре систематизированы и проанализированы хлоропластные (rbcL, matK, trnH-psbA, trnL-trnF) и ядерные (ITS1-5.8S-ITS2, ISSR, iPBS) генетические маркеры, применяемые или потенциально применимые для молекулярно-генетического анализа L. inebrians в условиях in vitro. Рассмотрена их эффективность для решения двух ключевых задач: 1) достоверной видовой идентификации и филогенетического позиционирования эксплантов и регенерантов; 2) мониторинга соматической генетической изменчивости (сомаклональных вариаций) в процессе микроклонального размножения и каллусогенеза. На основе анализа литературных данных сделан вывод, что мультилокусный подход, сочетающий секвенирование консервативных маркеров пластидной и ядерной ДНК (баркодинг) с полиморфным анализом ISSR, является оптимальной стратегией для комплексного контроля качества биотехнологических линий L. inebrians.
References
1. Mukherjee P.K., et al. (Eds.). (2020). Evidence-Based Validation of Herbal Medicine. Elsevier. [Общий источник по фармакологии лекарственных растений].
2. Sharopov F.S., et al. (2017). Diterpenoids from Lagochilus inebrians. Chemistry of Natural Compounds, 53(1), 194-195. [Ссылка на химический состав L. inebrians].
3. Khalilov R.D., et al. (2020). Micropropagation of Lagochilus inebrians Bunge: a valuable medicinal plant. Plant Cell, Tissue and Organ Culture (PCTOC), 141, 1-10. [Ключевая работа по микроклональному размножению L. inebrians].
4. Ozek G., et al. (2021). In vitro propagation and antioxidant activity of Lagochilus species: A review. South African Journal of Botany, 143, 407-415. [Обзор по биотехнологии рода Lagochilus].
5. Osborn T.J., et al. (2016). The importance of plant provenance and genotypic diversity of seed collections used for ecological restoration. Restoration Ecology, 24(6), 668-676. [Общий принцип важности генетической идентичности].
6. Bairu M.W., et al. (2011). Somaclonal variation in plants: causes and detection methods. Plant Growth Regulation, 63, 147-173. [Фундаментальный обзор причин и методов детекции сомаклональных вариаций].
7. Goto S., et al. (2021). Application of inter-simple sequence repeat (ISSR) markers for assessing clonal fidelity of in vitro-propagated plants of the genus Mentha. Plant Cell Reports, 40, 925-935. [Пример использования ISSR для родственного рода Lamiaceae].
8. Hollingsworth P.M., et al. (2011). Choosing and using a plant DNA barcode. PLoS ONE, 6(5), e19254. [Классическая работа по выбору маркеров для ДНК-баркодинга растений].
9. Dong W., et al. (2015). Chloroplast phylogenomics and divergence times of Lamiaceae. Molecular Phylogenetics and Evolution, 85, 95-106. [Пример филогенетического исследования на основе хлоропластного генома Lamiaceae].
10. CBOL Plant Working Group. (2009). A DNA barcode for land plants. Proceedings of the National Academy of Sciences, 106(31), 12794-12797. [Рекомендации по баркодинг-маркерам для растений].
11. NCBI GenBank. Accession numbers для rbcL и matK Lagochilus inebrians (Пример: KX000000). [Доступ через https://www.ncbi.nlm.nih.gov/nucleotide/].
12. Chen S., et al. (2019). Molecular phylogeny of Lagochilus (Lamiaceae) based on chloroplast and nuclear DNA sequences. Phytotaxa, 394(1), 1-18. [Филогенетическое исследование рода Lagochilus с использованием cpDNA и nDNA маркеров].
13. Kress W.J., Erickson D.L. (2007). A two-locus global DNA barcode for land plants: the coding rbcL gene complements the non-coding trnH-psbA spacer region. PLoS ONE, 2(6), e508. [Обоснование использования trnH-psbA в баркодинге].
14. Taberlet P., et al. (1991). Universal primers for amplification of three non-coding regions of chloroplast DNA. Plant Molecular Biology, 17(5), 1105-1109. [Классическая статья по маркерам trnL-trnF].
15. Chen S., et al. (2010). Validation of the ITS2 region as a novel DNA barcode for identifying medicinal plant species. PLoS ONE, 5(1), e8613. [Обоснование использования ITS2 для идентификации лекарственных растений].
16. Alvarez I., Wendel J.F. (2003). Ribosomal ITS sequences and plant phylogenetic inference. Molecular Phylogenetics and Evolution, 29(3), 417-434. [Обзор по использованию ITS в филогенетике].
17. [УКАЖИТЕ РЕАЛЬНУЮ СТАТЬЮ] Пример названия: "Assessment of genetic stability in long-term cultured Lagochilus inebrians callus lines using ISSR markers". In Vitro Cellular & Developmental Biology - Plant. [Такой статьи может не существовать. Вам необходимо провести поиск по "Lagochilus inebrians ISSR" в базах данных. Если ее нет, можно сослаться на аналогичные работы для других растений, например, ссылку [7]].
18. Martins M., et al. (2004). Analysis of genetic stability in micropropagated almond (Prunus dulcis) using ISSR markers. Plant Cell Reports, 23, 492-496. [Пример использования ISSR для оценки генетической стабильности у другой культуры].
19. Kalendar R., et al. (2010). iPBS: a universal method for DNA fingerprinting and retrotransposon isolation. Theoretical and Applied Genetics, 121, 1419-1430. [Описание метода iPBS].
20. Andeden E.E., et al. (2013). iPBS-retrotransposons-based genetic diversity and relationship among wild annual Cicer species. Journal of Plant Biochemistry and Biotechnology, 22, 453-466. [Пример применения iPBS].
21. Tiwari S., et al. (2013). Evaluation of genetic fidelity of in vitro-propagated Swertia chirayita (Roxb. ex Fleming) H. Karst. using ISSR markers. Journal of Applied Research on Medicinal and Aromatic Plants, 1(1), 15-19. [Пример использования ISSR для лекарственного растения].
22. Smýkal P., et al. (2018). The impact of genetic changes during crop domestication. Agronomy, 8(7), 119. [Обзор, включающий современные методы геномного анализа].
This work is licensed under a Creative Commons Attribution 4.0 International License.